Im Innersten des Lebens: Reise in den Nanokosmos

Lebende Bakterien durchs Mikroskop in einem Wassertropfen zu beobachten, fasziniert wohl die meisten Menschen. Biologen hingegen wollen mehr. Sie wollen die kleinsten Zahnrädchen des Lebens, Proteine oder das Erbmolekül DNA, in Aktion beobachten. Kurzum: sie wollen dem Leben bei der Arbeit zuschauen. Seit ein paar Jahren können sie das dank einer neuen Generation superscharfer Mikroskope.

Lange Zeit standen Biologen mit ihrer Absicht, das Zellenleben en détail zu beobachten vor einem Dilemma. Herkömmliche Lichtmikroskope bilden alles, was kleiner ist als die Hälfte der Lichtwellenlänge nur als einen unscharfen Fleck ab. Das Leben innerhalb dieses rund 200 Nanometer (ein Nanometer entspricht einem Millionstel Millimeter) kleinen Fleckes bleibt wie hinter einem Schleier verborgen.

Ganze Zellen sind zwar rund hundertmal größer als das Schärfelimit, aber ihre Bestandteile, wie etwa die Zellkraftwerke namens Mitochondrien, sind schon etwas kleiner, DNA-Moleküle oder Proteine sind sogar rund 50 Mal kleiner. Solche Winzlinge können zwar mit Elektronenmikroskopen beobachtet werden. Aber diese Geräte bombardieren die Probe mit einem energiereichen Elektronenstrahl und halten sie zudem in lebensfeindlichem Vakuum. Lebende Zellen lassen sich so nicht beobachten. Man sieht nur Stillstand.

Bis vor wenigen Jahren nahmen Biologen das achselzuckend hin, weil Physiker ihnen sagten, die Schärfegrenze der Lichtmikroskope sei ein hartes, nicht umgehbares Gesetz der Physik, das sie „Abbe’sche Beugungsgrenze“ nannten. Doch dann kam der Physiker Stefan Hell auf eine Idee, wie sich das 1873 von Ernst Karl Abbe postulierte Gesetz brechen lässt und entwickelte ein Lichtmikroskop, das eine zehnmal bessere Auflösung ermöglicht als herkömmliche Lichtmikroskope.

Zellbestandteile werden eingefärbt

Hells Mikroskop baut auf einer in der Biologie schon zuvor etablierten Methode auf, der Fluoreszenz-Mikroskopie. Dabei markieren die Biologen die Zellbestandteile, die sie beobachten wollen, mit einem Farbstoffmolekül, das leuchtet, nachdem es mit einem Laserstrahl dazu angeregt worden ist. So können sie beispielsweise das Skelett von Zellen sichtbar machen, indem sie die Proteine markieren, aus denen es besteht. Auch bei dieser Methode gilt das Abbe’sche Gesetz: zwei leuchtende Moleküle lassen sich nur lokalisieren, wenn sie weiter als 200 Nanometer voneinander entfernt sind.

Dem Apparat Hells liegt nun folgende Idee zugrunde: Wenn sich zwei Leuchtmoleküle näher als 200 Nanometer sind, muss der Beobachter dafür sorgen, dass sie nicht gleichzeitig, sondern nacheinander aufleuchten. Denn dann lässt sich die Position jedes einzelnen Moleküls bestimmen.

Es ist wie bei nächtlichem Gegenverkehr auf der Landstraße: Man sieht von Weitem nur einen Lichtfleck und weiß nicht, ob es sich um ein Auto mit zwei oder um ein Motorrad mit nur einem Scheinwerfer handelt. Würden hingegen die Autoscheinwerfer abwechselnd blinken, könnte man erkennen, dass die Leuchtpunkte ein wenig hin- und herspringen und wüsste, dass es sich um zwei Scheinwerfer, also um ein Auto handelt. Macht man nacheinander zwei Bilder, auf denen jeweils nur ein Scheinwerfer zu sehen ist kann man beide Leuchten exakt orten. Inzwischen gibt es mehrere Arten von Lichtmikroskopen, die dieses Prinzip auf unterschiedliche Weise umsetzten.

Da sie Details von etwa zehn bis 20 Nanometer Größe erkennen lassen, heißen sie Nanoskope. Hells Nanoskop sendet statt einem zwei Laserstrahlen auf die Probe. Der erste regt, wie üblich, alle Leuchtmoleküle innerhalb der 200-Nanometer-Scheibe an. Der zweite bringt einen Teil der Moleküle dazu, ihre Energie ohne Leuchten wieder abzugeben. Die restlichen Farbstoffmoleküle liegen innerhalb eines 20-Nanometer durchmessenden Kreises, der schließlich aufleuchtet. Das Nanoskop führt den Kreis Schritt für Schritt über die Probe, so dass die Moleküle nacheinander aufleuchten.

Laser regt Leuchtmoleküle an

Ein anderes Verfahren namens Palm sorgt ebenfalls dafür, dass der Laserstrahl nur einen kleinen Teil der Leuchtmoleküle anregt, allerdings sind diese nicht lokalisiert, sondern zufällig auf der Probe verteilt. Da nur wenige gleichzeitig aufleuchten, sind die Chancen gut, dass sie mehr als 200 Nanometer auseinander liegen. Das Nanoskop macht einige tausend Bilder der Probe, so dass die meisten Moleküle auf einem der Bilder verewigt werden. Durch Zusammenfassen aller Bilder erhält man das Gesamtbild der Probe.

Dass Sted und Palm das Abbesche Limit tatsächlich brechen, haben Forscher schon mehrfach gezeigt. Zu einiger Berühmtheit hat es ein 2008 aufgenommenes Video der Gruppe um Hell am Max-Planck-Institut für Biophysikalische Chemie in Göttingen gebracht. Es zeigt 40 Nanometer große Bläschen, sogenannte Vesikel. Solche Vesikel transportieren Botenstoffe, die Signale von einer auf die andere Nervenzelle übertragen. Der Film zeigte, dass die Vesikel ihr Tempo variierten. Die Vesikel bremsten, bevor sie die Botenstoffe ausschütteten.

Das Video ist ein faszinierender Blick auf bislang ungesehene Vorgänge, wie sie sich im Gehirn abspielen. Trotz solcher Erfolge warten Wissenschaftler noch auf wesentliche neue wissenschaftliche Erkenntnisse durch die Nanoskopie, die über packende Bilder hinausgehen. Es hat noch keine Einsichten gegeben, welche die Biologie revolutionieren könnten.

Das könnte an der mangelnden Nutzung der Technik liegen. „Seit dem Durchbruch vor drei bis vier Jahren findet eher eine Verfeinerung der Methoden statt, anstelle der wünschenswerten Verbreitung in der anwendungsbezogenen biologischen Forschung“, sagt Thorsten Lang, Biochemiker von der Uni Bonn, der Sted nutzt, um Proteine auf Zellmembranen zu erforschen. Zum einen seien die Verfahren noch nicht so flexibel wie konventionelle Mikroskopie. „Es gibt bei Sted noch keine Vielfalt an stabilen Farbstoffen, die für längere, am besten mehrfarbige Bildsequenzaufnahmen, eingesetzt werden können“, sagt Lang.

Besonders eigentümliches Verhalten bei Eiweißen

Erst mehrfarbige Filme ermöglichen es festzustellen, an welcher Stelle ein markierter Stoff sich innerhalb einer Zelle befindet. Um etwa zu sehen, ob ein Protein in einem Vesikel transportiert wird, muss nicht nur das Protein, sondern auch das Vesikel gefärbt werden, da es sonst unsichtbar bleibt. Zum anderen gebe es noch methodische Schwächen, ergänzt Lang. So erlaube es Palm nicht, schnelle Bildfolgen, also Filme, aufzunehmen. Die Aufnahme eines Bildes dauert mehrere Minuten bis hin zu Stunden.

Die Probleme sind nach Expertenmeinung nicht prinzipieller Natur. „Sted-Nanoskopie mit durchstimmbaren Lasern wird es Biologen erlauben, viele Farbstoffe flexibel einzusetzen“, sagt Hell. Auch die Langsamkeit von Palm scheint nicht in Stein gemeißelt zu sein. Mit einer von ihnen entwickelten Methode, die Palm ähnelt, können Forscher um Jörg Enderlein von der Uni Göttingen bis zu zehn Bilder pro Sekunde aufnehmen. Allerdings geht die Schnelligkeit auf Kosten der Auflösung, die bei dem genannten Tempo aber immer noch doppelt so gut ist wie bei herkömmlichen Mikroskopen.

Die Zukunft verspricht Spannung. Besonders interessiert die Forscher ein rätselhaftes Phänomen auf Zellmembranen, also auf der Haut einer Zelle. Schon lange ist bekannt, dass Proteine in die Membran eingebettet sind. Sie schwimmen frei durch die Zellmembran wie Treibholz durchs Wasser. Mit den neuen Nanoskopen haben Forscher nun beobachtet, dass sie sich zu regelrechten Herden von Proteinen zusammenballen.

„Wir wissen noch nicht, warum die Proteine das tun“, sagt Lang. „Schon vor der Nanoskopie gab es biochemische Hinweise auf die Zusammenballungen. Aber erst mit der Nanoskopie konnten wir ihre Größe und Dichte exakt bestimmen“, sagt der Biochemiker.

Die Göttinger Gruppe um Hell hat mit Sted Ähnliches beobachtet: bestimmte Proteine verbinden sich für Sekundenbruchteile mit Fettmolekülen. Warum sie das tun, ist noch unklar. Aber der Erkenntniswert solcher Beobachtungen steht für Experten außer Frage: „Wir können mit der Nanoskopie an der lebenden Zelle die Beziehungen zwischen Molekülen untersuchen“, sagt Christian Eggeling, Mitarbeiter der Forschergruppe um Hell. Von dem Wer-mit-Wem zwischen Molekülen in der Zelle versprechen sich Forscher viel. So könne man etwa herausfinden, welche Moleküle an der Veränderung einer Zelle hin zu einer Krebszelle beteiligt sind. „Wenn man mit lebenden Zellen arbeitet, kann man außerdem beobachten, wie die Zelle auf äußere Signale reagiert“, sagt Eggeling.

Das sind bislang nur Visionen. Die Reise in den Nanokosmos der Zelle hat gerade erst begonnen.